Coloration (microscopie)

La coloration de tissu biologique est souvent nécessaire pour la mise en évidence et l'identification de cellules ou de la structure tissulaire. Certaines colorations sont compatibles avec la vie cellulaire, d'autres nécessitent la fixation des tissus, et parfois la création de coupes histologiques.

L'observation en microscopie optique d'une coupe transversale colorée au carmino-vert montre les caractéristiques anatomiques d'une racine de Ficaire : organe végétal à symétrie axiale (cette symétrie caractérise une racine ou une tige alors que la feuille a une symétrie bilatérale) ; présence d'un rhizoderme pouvant former l'assise pilifère ; écorce ou cortex très développé, comprenant, de l'extérieur vers l'intérieur, une ou plusieurs couches de cellules subérifiées (subéroïde ou assise subéreuse), un parenchyme cortical à cellules riches en amyloplastes et méats, tissu végétal à fonction de réserve (non associé à des tissus de soutien, collenchyme et/ou sclérenchyme) et un endoderme constitué de cellules subérifiées. Les tissus conducteurs se localisent dans le cylindre central (dont la moelle) réduit en raison de l'alternance de massifs de phloème primaire et de xylème primaire à différenciation centripète. La présence de cinq massifs de xylème I et de phloème I et l'endoderme qui présente des épaississements de lignosubérine (lignine et subérine) en bande caractérisent une racine de Dicotylédone[1].

Exemple de coloration à l'éosine.

Colorations en microscopie optique

Pour permettre l'observation des organites en microscopie optique, des substances colorantes sont utilisées.

Colorations topographiques

Un colorant consiste souvent en une solution aqueuse contenant un composé portant des groupements chimiques chargés électriquement (fonctions anioniques ou cationiques) et qui peut colorer une ou plusieurs substances de manière stable.

Constitué d'un groupement chromophore (couleur) et d'un groupement auxochrome (groupement ionisé): fixation permanente sur des groupements acides ou basiques des constituants cellulaires (à un pH donné).

Caractéristiques :

non spécifique d'un type de molécule ;
donne une vue d'ensemble du tissu : renseigne sur la répartition, l'architecture et la structure des cellules ;
résulte de l'action conjuguée d'un colorant acide (éosine) et d'un colorant basique (hémalun, bleu de méthylène).

Les substances acides (chargées -) de la cellule sont colorées par un colorant basique (chargé +), les substances basiques (chargées +) de la cellule par un colorant acide (chargé -).^[pas clair]

Cette coloration colore un type de charge. On peut voir la morphologie de la cellule (forme), la position du noyau et sa forme. Ainsi, on peut déterminer le nombre de types cellulaires dans le tissu et la structure de ce tissu (cellules collées ou non).

Colorations histochimiques

Réactions rédox agissant sur des macromolécules, renseignent sur la constitution chimique de la cellule. Exemples :

Acide périodique-Schiff (PAS)
Feulgen-Rosenbeck (ADN – Quantitatif)
Brachet (ADN et/ou ARN)
Perl's (met en évidence le fer)
Par précipitation de sel d'argent (visualisation de la mélanine, amines biogènes, neurofibrilles, etc.).

Types de tissu révélés par coloration

Colorants acides

Les colorants acides ont une bonne affinité avec les substances alcalines, ils mettent en évidence des tissus basiques donc acidophiles.

éosine (rouge)
acide picrique (jaune)
vert rapide
orange G
fuchsine acide (rouge)
érythrosine [rouge]

Colorants basiques

Coloration au Carmin d'un Monogène (ver parasite)

Ils mettent en évidence des tissus acides, dits basophiles.

De nombreuses colorations utilisent deux colorants : carmino-vert ou carmin vert d'iode (technique de double coloration en rose et vert)[2], éosine-bleu de méthylène …

Colorations argentiques

Certains tissus fixent l'argent. On parle de structures argentaffines ou de structures argyrophiles.

Coloration aux sels de Chrome

On met ainsi en évidence les tissus chromaffines, comme la médullo-surrénale.

Différentes méthodes de coloration

Plusieurs méthodes de coloration ont été mises au point pour révéler certaines structures. En voici quelques-unes répertoriées dans un tableau :

Coloration	Composants	Cytoplasme	Collagène	Élastine	ADN	Autres	pH
Hématoxyline et éosine	Hématoxyline et éosine	rouge/rose	rouge/rose	rouge	bleu/noir		?
van Gieson	Hématoxyline, fuchsine acide et acide picrique	jaune	rouge	- (parfois rose)	noir		?
Goldner	Hématoxyline, fuchsine acide, Light Green SF	rouge	vert	-	noir		?
Elastica	Résorcine, fuchsine			brun-violet
Azan	Azocarmine, bleu aniline	rouge	bleu	- (parfois rose)	rouge
Ladewig	Orange G, bleu de méthylène, fuchsine acide, hématoxyline	rouge (érythrocyte orange)	bleu		noir
Sudan III	Colorant soluble dans les lipides					Lipides en orange
PAS	Hématoxyline, acide periodique, réactif de Schiff				bleu	Polysaccharides : violet-rouge
Nissl	Thionine (ou toluidine ou violet de crésyl)	bleu (avec le RE)			bleu
Coloration de May-Grünwald Giemsa	Éosine, bleu de méthylène et azur de methylène	rouge chez les GR, bleu chez les lymphocytes			bleu

Colorations utilisées en microbiologie

Même s'il ne s'agit pas directement de colorations histologiques, ces méthodes visent à distinguer entre plusieurs types cellulaires. Elles utilisent aussi les mêmes types de colorants :

la coloration de Gram, pour déterminer des types de cellules procaryotes ;
la coloration de Ziehl-Neelsen révèle les mycobactéries.

Colorations au microscope électronique

Pour permettre l'observation des organites en microscopie électronique, des métaux lourds comme le plomb, l'uranium ou le tungstène sont utilisés. Les régions à colorer deviennent sombres car peu d'électrons parviennent à traverser ces métaux.

Notes et références

Roger Prat, Expérimentation en biologie et physiologie végétales, Editions Quae, 2007, p. 64.
Technique classique des coupes botaniques, elle utilise le carmin aluné qui colore les noyaux cellulaires et la paroi strictement cellulosique, en combinaison avec le vert d'iode, colorant qui a une affinité plus prononcée vis-à-vis des tissus ayant des cellules aux parois lignifiées et subérifiées. Cette technique d'une grande simplicité d'utilisation a le désavantage de détruire le contenu cellulaire mais elle apporte un complément d’information par la coloration spécifique de ces parois selon leur composition. Elle est appelée coloration carmino-vert de Mirande car elle a été mise au point en 1920 par Robert Mirande, professeur à la Faculté des Sciences de Grenoble (R. Mirande, « Sur le carmin aluné et son emploi, combiné avec celui du vert d'iode, en histologie végétale », Comptes rendus de l'Académie des sciences, Vol. 170, 1920, p. 197-199). D'après Georges Deflandre, Microscopic pratique, P. Lechevalier, 1947, p. 106.

Articles connexes

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[1] Roger Prat, Expérimentation en biologie et physiologie végétales, Editions Quae, 2007, p. 64.

[2] Technique classique des coupes botaniques, elle utilise le carmin aluné qui colore les noyaux cellulaires et la paroi strictement cellulosique, en combinaison avec le vert d'iode, colorant qui a une affinité plus prononcée vis-à-vis des tissus ayant des cellules aux parois lignifiées et subérifiées. Cette technique d'une grande simplicité d'utilisation a le désavantage de détruire le contenu cellulaire mais elle apporte un complément d’information par la coloration spécifique de ces parois selon leur composition. Elle est appelée coloration carmino-vert de Mirande car elle a été mise au point en 1920 par Robert Mirande, professeur à la Faculté des Sciences de Grenoble (R. Mirande, « Sur le carmin aluné et son emploi, combiné avec celui du vert d'iode, en histologie végétale », Comptes rendus de l'Académie des sciences, Vol. 170, 1920, p. 197-199). D'après Georges Deflandre, Microscopic pratique, P. Lechevalier, 1947, p. 106.